Химическая и физико-химическая стерилизация

Стерилизацию химическими растворами осуществляется 20% раствором формальдегида в 70% этаноле, 6% раствором перекиси водорода. Эти растворы наливают в стерильные контейнеры и помещают туда стерилизуемые объекты (эндоскопы, трубки и маски для анестезии и др.) на 5-6 часов. После окончания стерилизации предметы тщательно промывают стерильной водой, соблюдая правила асептики.

К химической стерилизации относится и газовая стерилизация. Газовая стерилизация требует специального оборудования и применяется для обработки зондов, катетеров, оптики, кардиостимуляторов, сложной техники (аппаратов искусственного кровообращения), изделий из полимеров, стекла, металлов, наконечников турбин стоматологических установок. Используют этиленоксид или смесь ОБ (окись этилена с бромистым метилом), озон, а также пары раствора формальдегида в этиловом спирте, которым наполняют стационарные газовые стерилизаторы или портативные анаэростаты. Эти вещества являются алкилирующими агентами, их способность в присутствии воды инактивировать активные группы в ферментах, других белках, ДНК и РНК приводит к гибели микроорганизмов.

Для упаковки используют полиэтиленовую пленку (два слоя), пергамент и специальный упаковочный материал. Выбор метода и режима газовой стерилизации зависит от вида стерилизуемого изделия (например, смесью ОБ разные изделия стерилизуют от 4 до 16 ч). Стерилизованные газом изделия применяют после их дегазации — выдержки (в течение 1-21 суток) в вентилируемом помещении. Срок сохранения стерильности для изделий в упаковке из полиэтиленовой пленки — 5 лет, пергамента или бумаги 20 суток.

Химическую стерилизацию применяют для обработки вакцин, сывороток и других биопрепаратов, консерви­руемых различными антисептиками (хлороформ, хинозол, мертиолат, фенол, трикрезол и др.).

К физико-химическим методам относят те методы, в которых физическое и химическое воздействие на мик­роорганизмы используется совместно. Например, для стерилизации некоторых растворов лекарственных средств к ним добавляют 0,5% фенола или 0,3% трикрезола, а также насыщенные растворы хлорбутанол-гидрата с последующим нагреванием при 80°С 30 мин. Инъекционные растворы таким методом стерилизовать нельзя.

В настоящее время все более широкое при­менение находят современные методы стери­лизации, созданные на основе новых техно­логий, с использованием плазмы, озона.

Плазменная стерилизация, являясь принципиально новым методом обработки инструментов, имеет ряд преимуществ:

-высокую эффективность эрадикации микроорганизмов разных групп (от анаэробных бактерий до спорообразующих бацилл, грибов и вирусов гепатитов В, С, Д);

-возможность эффективной комбинации с химической обработкой; кратковременность экспозиции от 10 до 15 мин. в зависимости от степени загрязнения и наличия предварительной химической обработки;

-малые габариты аппарата, удобные для обработки стоматологических инструментов; компьютерное программирование режима стерилизации.

Для стерилизационной обработки инструментов и стоматологических оттисков (слепков), в частности, применяется стримерный разряд в аргоне при атмосферном давлении. Данный тип разряда обеспечивает наивысшую концентрацию возбуждённых атомов, а следовательно, и скорость процесса стерилизации. Оборудование (плазменный стерилизатор), предложенный для реализации этой цели не требует наличия вакуумной системы и является экологически безопасным (так как в качестве рабочего газа применяется аргон).

Проблема создания относительно однородного стримерного разряда наиболее просто решается для стерилизационных камер небольшого объёма (порядка 1 л), поэтому развитие метода в настоящее время происходит в сторону стерилизационных камер относительно небольших объёмов, что весьма удобно для нужд стоматологического кабинета или лаборатории. Данные технологии используются в отечественных плазменных терминаторах типа «Плайн» и «Плазмадин».

6. Методы определения эффективности стерилизации

В последние годы отмечают появление и распростра­нение патогенных микроорганизмов, высоко-резистент­ных к действию факторов окружающей среды. Поэтому ужесточаются способы стерилизации и особое значение придают правильному выбору режима стерилизации и тщательному контролю ее качества. При выборе режима стерилизации необходимо учитывать исходную контами­нацию, которую оценивают не только количественно, но и качественно, т. е. определяя устойчивость микроорга­низмов к стерилизующему фактору. Исходная контами­нация изменяется в зависимости от времени года и источ­ника сырья. Определение стерильности готовой продук­ции путем выборочного контроля не дает гарантии стерильности всей партии, поэтому необходимо строго соблюдать режим стерилизации.

Контроль эффективности стерилизации осуществляют несколькими методами (А.А.Воробьёв с соавт., 2002):

1) по показаниям приборов (мановакуумметров, термометров, таймеров)

2) физико-химические тесты (вместе со стерилизуемым материалом в аппарат закладывают ампулы с кристаллами веществ, имеющие определенную точку плавления и меняющие консистенцию или цвет при достижении определенной температуры стерилизуемого материала, например, антипирин — температура плавления 113°С, резор­цин— 110°С, бензойную кислоту— 121°С). В состав химических тестов вводят анилиновый краситель (фуксин, генцианвиолет и др.), который равномерно окрашивает вещество при его расплавлении. Контроль режима стерилизации автоклавов химическим способом проводят при каждой загрузке автоклава. В настоящее время для контроля параметров режимов работы паровых и воз­душных стерилизаторов используются специальные бумажные термохимические индикаторы одноразового применения, типа ИС (фирма «Винар», Россия), представляющие полоску бумаги с нанесенным на нее слоем индикаторной смеси и предназначенные для оперативного визуального контроля не только температуры, но и времени стерилизации (ИС-120, ИС-132). Бумажные полоски закладываются в разных местах со стерилизуемым материалом и после окончания цикла сверяют изменение окраски индикатора с эталоном. Если индикатор светлее эта­лона, стерилизуемые объекты подлежат повторной стерилизации.

3) биологические тесты (в аппарат помещают флакончики с салфетками или бумажными дисками, пропитанными взвесью термостойкого спорообразующего микроба (Bacillus stearotermophilus для контроля паровых или Bacillus licheniformis для контроля воздушных стерилизаторов) и после стерилизации их инкубируют в МПБ — прозрачный бульон, если споры погибли, не должен мутнеть). Контроль режима стерилизации с использованием биотеста со спорами тест-культуры Bacillus stearotermophilus BKM B- 718 проводится ежеквартально.

4) молекулярно-генетические методы контроля — гениндикация могут использоваться в случае оценки стерилизации в отношении трудно-культивируемых бактерий (анаэробная группа) или вирусов. С этой целью применяют полимеразную цепную реакцию или обратную гибридизацию ДНК с праймерами соответствующих видов микробов (В.Н.Царёв с соавт., 2002).

Показателями эффективной работы стерилизационной аппаратуры являются: отсутствие роста тест-культуры в сочетании с удовлетворительными результатами физического и химического контроля, либо отсутствие маркерных генов по данным ПЦР и гибридизации ДНК.

Контроль стерильности бактериологическим методом проводят путем прямого посева (погружения) изделий в питательные среды (мелкие или детали разъемных изделий, инструменты — целиком, от шовного или перевязочного материала — отрезанные фрагменты) или (для крупных изделий) методом смывов. Материалом обязательно засевают две среды — тиогликолевую (для роста бактерий) и среду Сабуро (для роста грибов). Посевы на тиогликолевой среде выдерживают при 32°С, на среде Сабуро — при 22°С в течение 7 суток (для изделий после тепловой стерилизации). При отсутствии роста во всех пробирках (флаконах) делают заключение о стерильности изделий.