Системы вакуумного забора венозной крови имеют преимущества, более чем достаточные для того, чтобы навсегда забыть о прежней методике взятия крови.

Состоит вакуумная система из трёх компонентов:

1. Двусторонняя игла - резьбовая, либо автоматическая (разной длины и диаметра).
2. Иглодержатель - резьбовой, либо автоматический.
3. Вакуумная пробирка.

 

Вакуумная пробирка	Иглодержатель резьбовой	Двусторонняя игла резьбовая

 

Пробирка стерильна, герметична, изготовлена из небьющегося биологически инертного пластика (полиэтилентерефталат), не влияющего на результаты исследований.

Пробирки содержат реагент, распылённый по стенкам:

• для получения сыворотки используется активатор свёртывания (кремниевое напыление, активирующее образование сгустка крови и выделение сыворотки);
• для получения цельной крови используется антикоагулянт К2 ЭДТА (Трилон Б).

В пробирку не надо вручную добавлять реагенты – после забора крови вакуумную пробирку (как с крышкой, так и без неё) можно центрифугировать и помещать в анализатор.

Пробирки могут быть с разным объёмом вакуума (следовательно, и объёмом забираемой крови) – от 2 до 10 мл. Самые востребованные объёмы – 9-10 мл (для КРС, свиней, лошадей). Для мелких животных можно использовать пробирки на 2, 3, 4 мл.

Преимущества вакуумных систем в сравнении с обычными иглами и пробирками:

1. Двусторонние иглы с лазерной заточкой среза легко входят в вену, не вызывая сильных болезненных ощущений. Если кровопускательные или инъекционные иглы применяются диаметром 1,2 мм (18G), то двусторонние иглы вакуумных систем можно использовать диаметром 0,9 мм (20G) – так как эти иглы тонкостенные, то при меньшем внешнем диаметре иглы, её внутренний диаметр не уступает в пропускной способности иглам с толщиной 1,2 мм. Внешняя и внутренняя поверхности иглы обработаны силиконом, поэтому кровь свободно течёт в пробирку, не вызывая тромбирования иглы. Резиновый клапан на дистальном конце иглы предотвращает разбрызгивание крови в момент нахождения иглы в вене при отсутствии пробирки. Благодаря этому, можно набрать кровь в несколько пробирок, не вынимая иглы из вены - одна пробирка вынимается из иглодержателя, и вставляется другая пробирка для забора новой пробы крови (если необходимо взять кровь сразу на несколько видов исследований).

2. Сохраняется герметичность системы во время взятия пробы, кровь остаётся стерильной и не разбрызгивается, что исключает возможность перекрёстного инфицирования.

3. Вакуумная пробирка сделана из небьющегося материала. Не нужно собирать осколки стеклянных пробирок и убирать разлитую кровь (возможно инфицированную).

4. Сокращается время свёртывания крови в пробирке. Благодаря активатору свёртывания (кремниевое напыление) сыворотка выделяется за 20-30 мин.

5. Проба крови набирается в вакуумную пробирку, в ней же транспортируется в лабораторию, в ней же центрифугируется и в ней же исследуется в анализаторе. То есть, отпадает необходимость переливания крови из одной пробирки в другую.

 

Вакуумная пробирка	Иглодержатель автоматический	Двусторонняя игла автоматическая

 

Преимущества методики забора крови с использованием вакуумных систем:

1. Кровь берётся из хвостовой вены КРС одним специалистом без фиксации животного. Это наиболее простой и эффективный способ, хотя можно брать кровь и из других вен.

2. Отсутствие стресса у коровы исключает снижение надоев молока, что позволяет экономить значительные средства. Снижается или полностью отсутствует травмирование ветеринаров из-за ударов животных.

3. На взятие крови у одной коровы, включая подготовку вакуумной системы, затрачивается около 30 секунд. Таким образом, ветеринарный врач может за один день самостоятельно, без помощников, взять пробы крови у стада КРС в 300-500 голов. Снижение времени пребывания ветработников в местах расположения животных позволяет последним спокойно принимать корм и отдыхать между дойками.

При взятии крови двусторонняя игла закрепляется в иглодержателе, вводится в вену, затем вакуумная пробирка вводится в иглодержатель таким образом, что дистальный конец иглы проходит сквозь мембрану крышки, и кровь, под воздействием вакуума, сама заполняет пробирку.

После наполнения кровью пробирка вынимается из иглодержателя, а иглодержатель с иглой извлекается из вены. Игла утилизируется. Пробирка аккуратно переворачивается 2-3 раза (для лучшего смешивания крови и реагента) и ставится в штатив, уже готовая к транспортировке в лабораторию, центрифугированию и исследованию в анализаторе.

 

8. Подготовить кровь к отправке в лабораторию и написать сопроводительные документы. (Приложение 10)

Задание 5. Клинический осмотр лошадей на сап и диагностическое исследование маллеинизацией.

Прочитать задания и письменно ответить на них

1. Описать, как проводится клинический осмотр лошадей на сап.

Симптомы сапа у лошадей довольно характерны. При исследовании надо дифференцировать сап от мыта и эпизоотического лимфангита. Осматривать лошадей следует в защитном костюме, соблюдая все меры предосторожности, обязательные при работе с особо опасными зооантропонозными болезнями. Клинический осмотр лошади на сап рекомендуется проводить в такой последовательности: 1) внешний осмотр лошади и исследование наружных покровов. Обращают внимание на состояние упитанности лошади, так как при хроническом сапе лошади могут быть плохо упитанными. При сапе на коже обнаруживают язвы, рубцы, утолщения, главным образом на конечностях. Наблюдается воспаление лимфоузлов и сосудов, которые набухают и выступают над поверхностью кожи в виде шнуров. Иногда отмечают утолщение задних конечностей (слоновость). У жеребцов могут быть орхиты; 2) измерение температуры тела. При сапе возможна высокая температура тела, в особенности в начале болезни; 3) исследование подчелюстных лимфоузлов. При остром сапе с поражением носовой полости подчелюстные лимфоузлы горячие, болезненные, не резко отграниченные. При хронических случаях подчелюстные лимфоузлы плотные, бугристые, неподвижные, холодные, безболезненные; 4) исследование носовой полости начинают с внешнего осмотра. При сапе наблюдают носовое истечение различного характера. Дальнейшее исследование носовой полости проводят с помощью рефлектора (глазного зеркала). Для этого лошадь ставят хвостом к источнику света. Помощник несколько приподнимает голову. Оператор становится лицом к свету спереди головы лошади и несколько в стороне. Большим и указательным пальцами левой руки он расширяет ноздри лошади, а правой рукой улавливает свет при помощи рефлектора и направляет его в носовую полость. Осматривать носовую полость следует как можно глубже. При сапе у лошадей на носовой перегородке могут быть язвы или звездчатые рубцы; 5) в заключение клинического осмотра исследуют легкие с помощью аускультации и перкуссии. При легочной форме сапа, которая протекает в виде пневмонии, наблюдаются отклонения со стороны органов дыхания, кашель.

2. Описать основное оборудование и материалы для осмотра и глазной маллеинизации лошадей.

Симптомы сапа у лошадей довольно характерны. При исследовании надо дифференцировать сап от мыта и эпизоотического лимфангита. Осматривать лошадей следует в защитном костюме, соблюдая все меры предосторожности, обязательные при работе с особо опасными зооантропонозными болезнями. Обязательны стерильные одноразовые перчатки и пипетки.

3. Освоить технику глазной маллеинизации лошадей.

Маллеинизация лошадей. Маллеин для диагностики сапа применяют у Лошадей, мулов, ослов и верблюдов. Его вводят путем аппликации на конъюнктиву глаза или подкожно (редко).

 

Основной метод диагностики сапа — глазная маллеинизация (офтальмомаллеинизация). Предварительно проверяют состояние глаз у лошади, так как маллеинизацию можно проводить только на здоровом глазе. Как правило, маллеин наносят на конъюнктиву левого глаза. Берут стерильную глазную пипетку, вскрывают ампулу с маллеином, наполняют пипетку, открывают глаз большим и указательным пальцами левой руки и наносят на конъюнктиву 3-4 капли маллеина.

 

Для каждой лошади используют отдельную стерильную пипетку. Отработавшие пипетки и ампулы из-под маллеина стерилизуют кипячением.

 

Реакцию учитывают через 3, 6, 9, 12 и 24 ч после введения маллеина. При учете результатов обязательно нужно открывать глаз лошади. На весь период исследования (сутки) лошадей ос­вобождают от работы и держат на коновязи.

 

4. Написать правила учета реакции.

Положительная реакция — гнойный конъюнктивит различной степени. Конъюнктива интенсивно краснеет, на­бухает, веки припухают, глаз закрывается, в глазной щели по краю нижнего века появляется шнурок гноя, спускающийся у внутреннего угла глаза (рис. 22). При слабовыраженной реакции гной обнаруживают только во внутреннем углу глаза.

 

Сомнительная реакция — интенсивное покрасне­ние глаза, припухлость век и слезотечение; во внутреннем углу глаза незначительное количество гноя (не больше капли).

Отрицательная реакция — состояние глаза не из­меняется, или наблюдают легкое покраснение конъюнктивы и слезотечение.

Лошадям с отрицательной или сомнительной реакцией через 5-6 дней повторно вводят маллеин в тот же глаз. С лошадьми, давшими положительную или вторично сомнительную реакцию, поступают согласно инструкции по борьбе с сапом.

На всех лошадей, подвергавшихся маллеинизации, составляют опись с указанием номера и клички лошади, пола и примет, даты введения маллеина, результатов учета реакции через 3, 6, 9, 12 и 24 ч, даты повторной маллеинизации (через 5-6 дней) и общего результата. Результаты маллеинизации оформляют актом, указывая наименование населенного пункта (хозяйства), дату обработки, кто ее проводил, сколько лошадей подверглось маллеинизации, каким препаратом проводили обработку (серия, биофабрика, изготовившая маллеин, срок годности, номер государ­ственного контроля), каким методом вводили препарат, общий расход маллеина, результаты исследования: сколько лошадей выделено с положительной, сомнительной и отрицательной реакциями, клички и номера положительно и сомнительно реагиру­ющих. Акт подписывают ветеринарные специалисты, а также заведующий фермой, бригадир.

5. Оформить документы на проведение маллеинизации. (Приложение 9)

Задание 6. Взятие, упаковка и пересылка патологического материала в ветеринарную лабораторию.

Прочитать задания и письменно ответить на них

1. Описать способы взятия различного патологического материала при жизни и от трупа животного.

Патологический материал необходимо брать стерильными инструментами в стерильную посуду. Поверхность органа (ткани), от которого берут патологический материал, на месте разреза следует обжечь над пламенем или прижечь нагретой металлической пластинкой. Патологический материал должен быть взят как можно раньше после смерти животного, особенно в теплое время года. Начавшееся разложение трупа может сделать его негодным для исследования. Патологический материал отправляют в лабораторию в неконсервированном виде; в том случае, если невозможно доставить его в лабораторию в течение ближайших 24-30 часов, патологический материал посылают только в консервированном виде. Для бактериологического исследования патологический материал (органы или их части) консервируют 30%-ным водным раствором химически чистого глицерина. Воду предварительно стерилизуют кипячением или автоклавированием в течение 30 минут. Материал можно консервировать также в стерильном вазелиновом масле. Материал заливают консервирующей жидкостью в количестве, в 4-5 раз превышающем его объем. Небольшие трупы павших животных (поросят, ягнят, телят), а также трупы мелких животных лучше посылать целыми в непроницаемой таре. Трубчатые кости. Посылаются на исследование в целом виде, с неповрежденными концами, тщательно очистив их от мышц и сухожилий. Кости завертывают в марлю или полотно, смоченное дезинфицирующей жидкостью (5%-ным раствором карболовой кислоты). Кости можно также посыпать поваренной солью и завернуть в полотно или марлю. Кишечник перед посылкой для бактериологического исследования освобождают от фекальных масс, а концы кишечника перевязывают. На исследование посылают части кишечника с наиболее характерными патологическими изменениями. Кишечник помещают в банки с 30-40%-ным водным раствором глицерина или насыщенным водным раствором поваренной соли. Объем консервирующей жидкости должен превышать объем взятого материала в 5-7 раз. Кал для исследования отправляют в стерильных стаканах, пробирках или банках, которые хорошо закрывают пергаментной бумагой. От трупов животных кал можно послать в отрезке невскрытого кишечника, завязанного с обоих концов. Кал в лабораторию должен быть доставлен не позднее 24 часов после его взятия. При посылке для исследования участков кожи берут наиболее пораженные кусочки ее размером 10×10 см. Кусочки кожи посылают в стерильной, герметически закупоренной посуде. Приготовление мазков. Кровь, гной, слизь, экссудат, мочу, желчь и другой жидкий патологический материал для бактериологического и вирусологического исследований посылают в запаянных пастеровских пипетках, стерильных пробирках или во флаконах, хорошо закрытых стерильными резиновыми пробками. Кровь, гной, выделения из различных полостей, естественных отверстий и др. посылают для микроскопического исследования (для обнаружения в них микробов, кровепаразитов и для определения лейкоцитарной формулы) в виде мазков. Предметные стекла предварительно кипятят в течение 10-15 минут в 1-2%-ном водном растворе соды, затем хорошо промывают чистой водой и насухо вытирают. Сухие стекла помещают в раствор спирт-эфира, взятых в равных частях, где и хранят до употребления. У животных кровь берут из вены ушной раковины или края верхушки уха, у птиц — с поверхности гребня или подкрыльцовой вены. Шерсть на месте взятия крови выстригают или выбривают, кожу тщательно протирают ватными тампонами, смоченными сначала спиртом и затем эфиром. Инструменты (иглы, скальпель) должны быть стерильными. Первую каплю крови удаляют стерильной ватой (исключение делается при исследовании крови на гемоспоридиозы, когда берут для мазка первую каплю крови), а следующую свободно выступившую каплю крови берут на предварительно подготовленное предметное стекло путем быстрого и легкого прикосновения к капле поверхностью стекла. Затем стекло быстро поворачивают вверх каплей и удерживают между пальцами левой руки в горизонтальном положении. К левому краю капли прикасаются под углом 45°С шлифованным краем другого предметного (или покровного) стекла. Как только капля равномерно распределится по ребру этого стекла, его быстро проводят по поверхности предметного стекла слева направо, не доводя его до края на 0,5-1 см. Ширина мазков должна быть уже предметного стекла. Для каждого нового мазка берут свежую каплю крови. Готовые мазки крови высушивают на воздухе; подсушивать их над пламенем или на солнце не рекомендуется. В холодное время года мазки делают в теплом помещении или на стеклах, подогретых на крышке теплого стерилизатора. Метод фиксации мазков зависит от цели исследования. Правильно приготовленные мазки крови должны быть тонкими, равномерными и достаточной длины. На высушенных мазках и отпечатках острым предметом делают надпись с указанием номера или клички животного и даты приготовления мазка. Мазки из тканей, гноя, органов и различных выделений готовят путем размазывания материала на предметном стекле стерильной палочкой или ребром другого предметного стекла до тонкого слоя. Частицы органов плотной консистенции, твердые узелки, а также вязкий материал целесообразно заключать между двумя предметными стеклами. После растирания помещенного между ними материала стекла разъединяют в противоположные стороны в горизонтальном направлении, в результате чего получаются два довольно тонких мазка. Иногда получают так называемые препараты-отпечатки. Для этого вырезанный острым скальпелем кусочек органа захватывают пинцетом и свободной поверхностью кусочка делают на стекле несколько тонких отпечатков. Секрет молочной железы. Сосок обмывают водой, обрабатывают тампонами, смоченными в этаноле (70%). Первые порции молока сливают, последующие сцеживают в стерильные пробирки, транспортируют в лабораторию, исследуют в течении 3-х часов. Материал при инфекции дыхательных путей. При отборе материала с поверхности слизистой носа стерильный ватный тампон вводят в носовой ход, вращательными движениями собирают материал со слизистой. Для взятия материала из зева шпателем прижимают язык, стерильным тампоном собирают материал с миндалин, задней поверхности глотки. При поражении нижних дыхательных путей наиболее доступна для исследования мокрота, которую собирают до приема корма. Из трахеи материал берут при помощи трахеотубуса и ватного тампона на проволоке. При глубоком (до бифуркации введения тампона возникает кашель, и удается получить бронхиальную слизь. Тампон с материалом помещают в пробирку со стерильным физиологическим раствором. Сроки доставки мокроты в лабораторию должны быть не более 2-х часов. Материал при инфекции глаз. Материал с конъюктивы берут увлажненным ватным тампоном вращательными движениями. При получении соскобов с роговицы предварительно закапывают 1… 2 капли анестетика, делают 3-4 соскоба с изъязвленных участков роговицы. Внутриглазную жидкость берут путем пункции передней камеры глаза. Материал транспортируют в лабораторию непосредственно в закрытом шприце, или транспортной среде. Отбор материала при воспалении наружного уха. Кожу обрабатывают этанолом (70%)Ю промывают стерильным физиологическим раствором, материал берут стерильным ватным тампоном. Кровь. Рекомендуется брать кровь при лихорадочных состояниях стерильным шприцом в количестве 15-20 мл. Кожу предварительно обрабатывают 70 % этанолом, затем настойкой йода (1-2%) в течение 30 сек. Целесообразно из шприца материал сразу выливать во флаконы с питательной средой. Резиновую пробку флакона обрабатывают этанолом, настойкой йода, и прокаливают иглой шприца. Жидкость из стерильных полостей (плевральная, перитонеальная, суставная). Кожу в области пункции обрабатывают этанолом, настойкой йода. Материал берут при помощи стерильного шприца. Перед посевом материал центрифугируют при 3000 оборатах в минуту, в течение 20-30 минут в стерильных пробирках, посев производят из осадка. Моча. Наружные половые органы обмывают водой, ополаскивают стерильным физиологическим раствором, осушают стерильной марлевой салфеткой, тампоном. Первую порцию мочи не берут, последующую помещают в стерильную посуду. Моча даже здорового животного содержит бактерии, поэтому мочу следует доставлять в лабораторию в кратчайшие сроки. Допускается ее хранение в холодильнике в течение 18 часов. Соблюдение данных условий позволяет не только выделить возбудителя, но и провести количественную оценку содержания бактерий в моче. Взятие кала для исследования на дисбактериоз кишечника и кишечные инфекции. Показаниями для исследования на дисбактериоз являются: затянувшийся период восстановления после острых кишечных инфекций, длительные кишечные расстройства, при которых не удается выявить специфический возбудитель, длительная антибиотикотерапия и т.д. От момента последнего принятия корма до взятия материала должно пройти не менее 8-10 часов. Для количественной оценки содержания бактерий различных групп кал после естественной дефекации собирают в стерильную, герметически закрывающуюся посуду в количестве не менее 2 г и доставляют в лабораторию не позднее 2 часов после забора, посев должен быть произведен не позднее 4 часов после взятия материала. Для объективной трактовки полученных результатов целесообразно проводить 2-3 кратные исследования с интервалом в 1-2 дня. Для обнаружения возбудителей инфекционных болезней кал берут стерильным ватным тампоном, которые вводят на глубину 8-10 см в прямую кишку и затем помещают в стерильную пробирку. Взятие материала из половых органов. Вагинальное отделяемое забирают при помощи стерильного ватного тампона. У крупных животных, например, коров – цервикальную, вагинальную слизь берут с помощью пипеток длиной 40-59 см, употребляемых для искусственного осеменения. Пипетки соединяют короткой резиновой трубочкой со шприцем, набирают 2 мл стерильного физиологического раствора и вводят его во влагалище или шейку матки, а затем выливают жидкость в стерильную пробирку. Материал от самцов обычно получают в виде препуциальных смывов. Предварительно проводят санитарную обработку препуция, затем в препуциальную полость вводят необходимое количество стерильного физиологического раствора при помощи шприца и полистироловой пипетки, массируют препуций, и отсасывают смывную жидкость.

2. Описать способы упаковки и пересылки патологического материала.

1. Патологический материал необходимо брать стерильными инструментами в стерильную посуду. Поверхность органа (ткани), от которого берут патологический материал, на месте разреза следует обжечь над пламенем или прижечь нагретой металлической пластинкой.

 

2. Патологический материал должен быть взят как можно раньше после смерти животного, особенно в теплое время года. Начавшееся разложение трупа может сделать его негодным для исследования.

 

3.Патологический материал отправляют в лабораторию в неконсервированном виде; в том случае, если невозможно доставить его в лабораторию в течение ближайших 24 - 30 часов, патологический материал посылают только в консервированном виде.

 

4. Для бактериологического исследования патологический материал (органы или их части) консервируют 30-процентным водным раствором химически чистого глицерина. Воду предварительно стерилизуют кипячением или автоклавированием в течение 30 минут. Материал можно консервировать также в стерильном вазелиновом масле. Материал заливают консервирующей жидкостью в количестве, в 4 - 5 раз превышающем его объем.

 

5. Материал, направляемый для вирусологических исследований, консервируют 30 - 50-процентным раствором химически чистого глицерина на физиологическом растворе поваренной соли. Физиологический раствор предварительно стерилизуют в автоклаве при 120° в течение 30 минут.

 

6. Небольшие трупы павших животных (поросят, ягнят, телят), а также трупы мелких животных лучше посылать целыми в непроницаемой таре.

 

7. Трубчатые кости посылают на исследование в целом виде, с неповрежденными концами, тщательно очистив их от мышц и сухожилий. Кости завертывают в марлю или полотно, смоченное дезинфицирующей жидкостью (5-процентным раствором карболовой кислоты). Кости можно также посыпать поваренной солью и завернуть в полотно или марлю.

 

8. Кишечник перед посылкой для бактериологического и вирусологического исследований освобождают от фекальных масс, а концы кишечника перевязывают. На исследование посылают части кишечника с наиболее характерными патологическими изменениями. Кишечник помещают в банки с 30 - 40-процентным водным раствором глицерина или насыщенным водным раствором поваренной соли. Объем консервирующей жидкости должен превышать объем взятого материала в 5 - 7 раз.

 

9. Кал для исследования отправляют в стерильных стаканах, пробирках или банках, которые хорошо закрывают пергаментной бумагой. От трупов животных кал можно послать в отрезке невскрытого кишечника, завязанного с обоих концов. Кал в лабораторию должен быть доставлен не позднее 24 часов после его взятия.

 

10. При посылке для исследования участков кожи берут наиболее пораженные кусочки ее размером 10 х 10 см. Кусочки кожи посылают в стерильной, герметически закупоренной посуде.

 

11. Кровь, гной, слизь, экссудат, мочу, желчь и другой жидкий патологический материал для бактериологического и вирусологического исследований посылают в запаянных пастеровских пипетках, стерильных пробирках или во флаконах, хорошо закрытых стерильными резиновыми пробками.

 

12. Кровь, гной, выделения из различных полостей, естественных отверстий и др. посылают для микроскопического исследования (для обнаружения в них микробов, кровепаразитов и для определения лейкоцитарной формулы) в виде мазков.

 

Предметные стекла предварительно кипятят в течение 10 - 15 минут в 1 - 2-процентном водном растворе соды, затем хорошо промывают чистой водой и насухо вытирают. Сухие стекла помещают в раствор спирт-эфира, взятых в равных частях, где и хранят до употребления.

3. Оформить сопроводительный документ для отправки в лабораторию.(Приложение 11)

 

Задание 7. Индивидуальные и групповые способы иммунизации сельскохозяйственных животных. Организация массовой вакцинации, витаминизации молодняка. Документация.

Прочитать задания и письменно ответить на них

1. Описать основные виды иммунизации.

В арсенале средств специфической профилактики инфекционных болезней имеются вакцины, сыворотки, глобулины и фаги. В зависимости от этого различают два основных вида иммунизации: активную и пассивную. Активная иммунизация.Она является самым распространенным видом иммунизации и достигается введением животным вакцин и анатоксинов. Вакцина - это антигенные препараты, полученные из микробов или продуктов их жизнедеятельности, на введение которых организм формирует иммунитет к соответствующей инфекционной болезни. Активная иммунизация делится на простую и комплексную. При простой (раздельной) иммунизации используют моновакцину, и организм приобретает устойчивость к одной болезни. Для комплексной иммунизации применяют смеси моновакцин, приготовленных перед употреблением, или ассоциированные вакцины фабричного производства. Введение нескольких моновакцин может быть одновременным (в смеси или раздельно) или последовательным. В этих случаях в организме формируется иммунитет против нескольких болезней. Снабжение вакцинами ветеринарной сети осуществляется через систему зооветснаба и его отделения на местах. Успех вакцинопрофилактики зависит не только от качества вакцин, но и от наиболее рационального способа их применения. По способу введения вакцин в живой организм различают парентеральный, энтеральный и респираторный метод иммунизации. К парентеральному методу относят подкожный, внутримышечный, внутрикожный и другие методы введения биопрепаратов, минуя пищеварительный тракт. Первые два метода - наиболее распространены. При энтеральном методе биопрепараты вводят через рот индивидуальным или групповым способом с кормом или водой. Этот метод является удобным, но в биологическом отношении трудноразрешимым из-за наличия у животных желудочного защитного барьера. При этом методе введения требуется большой расход препаратов, и при этом не у всех животных создается иммунитет одинаковой напряженности. Респираторный (аэрозольный) метод вакцинации позволяет в короткий срок иммунизировать большое поголовье животных и создать при этом напряженный иммунитет на 3-5-й день после вакцинации. В связи с большими объемами вакцинаций и переводом животноводства на промышленную основу разработаны групповые методы вакцинации путем аэрозолей или скармливания специально сконструированных для этих целей биопрепаратов. Групповые методы вакцинации нашли широкое применение в птицеводстве, свиноводстве и звероводстве. Максимальная эффективность профилактики инфекционных болезней с помощью вакцинации может быть достигнута только при плановом её применении и обязательном сочетании с общими профилактическими мероприятиями. Пассивная иммунизация.Это тоже специфическая профилактика инфекционных болезней, но путем введения иммуносывороток (специально приготовленных или полученых от переболевших животных), глобулинов и иммунолактона; это по существу серопрофилактика, способная создавать быстрый (через несколько часов), но кратковременный иммунитет (до 2-3 нед.). Разновидностью пассивной иммунизации является приобретение новорожденными животными от иммунных матерей лактогенным путем специфических антител и формирование таким путем у них коллострального, или лактогенного (материнского), иммунитета. С профилактической целью иммуносыворотки вводят в небольших дозах, чаще всего при непосредственной угрозе возникновения инфекционной болезни, а также перед перевозками животных на выставки и в другие хозяйства. В условиях крупных хозяйств пассивная иммунизация нашла широкое применение в качестве лечебно-профилактического мероприятия при ряде респираторных и алиментарных инфекций молодняка (сальмонеллез, колибактериоз, парагрипп-3 и др.). К смешанной (пассивно-активной) иммунизации относят симультантный метод прививок, при котором иммуносыворотку и вакцину вводят одновременно или по отдельности. В настоящее время этот метод применяется редко, так как установлено отрицательное влияние иммунной сыворотки на формирование активного иммунитета.

2. Перечислить препараты, применяемые в хозяйстве для иммунизации.

По способу приготовления различают живые и инактивированные вакцины.

Живые вакцины - препараты, приготовленные из живых ослабленных (аттенуированных) штаммов микробов, лишенных способности вызывать болезнь, но сохранивших свойства размножаться в организме животных и обусловливать выработку у них иммунитета. Преимущество живых вакцин перед инактивированными в том, что они вводятся однократно и в небольших дозах и обеспечивают быстрое формирование достаточно стойкого и напряженного (длительного) иммунитета. Однако у некоторых живых вакцин имеются выраженные реактогенные свойства, в результате которых ослабленное животное может реагировать на их введение клинически выраженным переболеванием.

Инактивированные вакцины получают путем инактивации патогенных, особо вирулентных микроорганизмов, без их разрушения с помощью химических и физических методов (термовакцины, формолвакцины, фенолвакцины и т. д.). Это, как правило, слабореактогенные биопрепараты, эпизоотологическая эффективность которых уступает живым вакцинам. Поэтому их вводят животным в больших дозах и многократно.

Для повышения эффективности как инактивированных, так и живых вакцин используется метод депонирования, заключающийся в добавлении к ним в процессе производства адъювантов, замедляющих рассасывание введенной в организм вакцины и оказывающих более продолжительное и активное воздействие на иммунизаторный процесс (депонированные вакцины). К депонирующим веществам относятся гидроокись алюминия, квасцы и минеральные масла.

Химические вакцины - это инактивированные препараты, состоящие из растворимых антигенов, извлеченных из бактерий. Они содержат наиболее активные специфические антигены (полисахариды, полипептиды, липиды) сорбированные на нерастворимых в воде веществах (например, химические вакцины против сальмонеллеза и бруцеллеза).

Анатоксины - это те же инактивированные вакцины, представляющие собой обезвреженные теплом и формалином токсины (дериванты) микроорганизмов, утратившие свою токсигенность, но сохранившие антигенные свойства (например, анатоксин против столбняка).

При введении живых вакцин иммунитет у животных к соответствующим возбудителям возникает через 5-10 дней и сохраняется в течение года и более, а у привитых инактивированными вакцинами - на 10-15-й день после второй прививки и сохраняется до 6 мес.

3. Описать, как проводится массовая вакцинация, витаминизация молодняка.

Перед проведением вакцинации поголовье должно быть обследовано с целью выяснения состояния здоровья животных и благополучия его по инфекционным болезням.

 

Прививки проводятся строго в соответствии с имеющимися наставлениями о применении вакцин. Прививают только здоровое поголовье. Животных, больных незаразными болезнями или ослабленных на почве неудовлетворительного кормления или содержания, вакцинируют после улучшения их здоровья, а при наличии специфической сыворотки прививают вначале пассивно, а через 10 -12 дней или позже вакцинируют.

 

Прививку каждого животного необходимо проводить стерильной иглой; место укола перед введением вакцины необходимо дезинфицировать, а у некоторых животных предварительно и выстригать.

 

После проведения прививок составляют акт, в котором указывают наименование хозяйства или населенного пункта, где проводили вакцинацию, вид животных, подвергавшихся прививкам, заболевание, против которого вакцинировали поголовье, наименование вакцины с указанием дозы, даты и места её изготовления. Акт подписывает ветеринарный специалист, проводивший вакцинацию, и представители хозяйства, участвующие в организации прививок.

 

После вакцинации за поголовьем ведут наблюдение в течение 10-12-ти дней с целью выявления у отдельных животных возможных поствакцинальных осложнений. При обнаружении таких животных их выделяют из общего стада и лечат. Случаи тяжелых или массовых поствакцинальных осложнений тщательно обследуют и о них сообщают в ВГНИИ контроля, стандартизации и сертификации ветпрепаратов с одновременной пересылкой 2-3 флакона вакцины, вызвавшей осложнение.

Продуктивность будущего стада крупного рогатого скота напрямую зависит от здоровья и иммунитета молодняка. Для достижения этих целей, начиная и с первых дней жизни телят, проводится целый комплекс профилактических ветеринарных мероприятий.

В первые недели жизни телята наиболее подвержены расстройствам пищеварительного тракта. На 10 день с момента рождения их вакцинируют от вирусной диареи, а через 3 недели проводят ревакцинацию.

Начиная со второй недели (от 12 дней), прививки телятам делают для защиты респираторной системы. Их вакцинируют от парагриппа-3, пастереллеза и респираторно-синцитиальной инфекции инактивированной вакциной Бовилис Бовипаст RSP, вводя подкожно 5 мл препарата. Одновременно капают в обе ноздри по 1 мл живой вакцины Бовилис IBR от ринотрахеита инфекционного происхождения. Через четыре недели, на 40 – 45 день жизни, повторяют инъекции 5 мл вакциныБовилис Бовипаст RSP. Ревакцинация против ринотрахеита производится при достижении теленком возраста 120 дней путем внутримышечных инъекций 2 мл препарата. Соблюдая данную схему можно добиться стойкого иммунитета к респираторным заболеваниям у молодняка до 10-месячного возраста, так как в дальнейшем они мало подвержены этим заболеваниям.

Против инфекционных болезней прививки молодняку начинают делать в возрасте 1 месяца. То, какие прививки делают телятам и когда, зависит от благополучности хозяйства. Например, в месячном возрасте можно проводить вакцинацию от ящура, если хозяйство неблагополучно в отношении этой болезни. Также, может быть, что мать теленка не была привита от сальмонеллеза и у него отсутствует материнский иммунитет. В таком случае, рекомендуется вакцинация, начиная с 5 дня и повтор через 5 дней. В нормальной ситуации прививки от сальмонеллеза можно делать с 20 дня. В период с 1,5 до 4 месяцев осуществляют вакцинацию против сибирской язвы, стригущего лишая, бруцеллеза, эмкара, бешенства.

Различают поливакцины от нескольких заболеваний и моновакцины, предназначенные для профилактики одной болезни. Как показывает практика, вакцин