Выявление специфических антител в сыворотках крови уток к герпесвирусу чумы

Исследуемый материал (парные сыворотки крови)

                                     ↓

Выявление специфических антител

        ↓                       ↓               

РН	ИФА – метод ингибирования

                                                                    →  

Результат через 2 суток (методом ИФА) и 7 суток (методом РН)

 

Более чувствительным является метод ингибирования твердофазного ИФА. Он позволяет выявлять специфические антитела в титрах 1:32 –1:512 у уток в течение 360 дней после переболевания или вакцинации.

Окончательный диагноз ставят на основании положительных результатов обнаружения вируса возбудителя в патологическом материале и четырехкратного прироста (на lоg₂ 2,0) вируснейтрализующих ингибирующих антител в сыворотках переболевших уток.

Разработанные методы МФА, РДП, РСК и РН были включены в «Методические указания по лабораторной диагностике чумы уток», утвержденные ГУВ Минсельхоза СССР 27 ноября 1985 года.

Schat К.А., Friedman J. et al. (США) в 1997 г. разработали метод ПЦР для идентификации герпесвируса, изолированного от перелетных птиц (уток, лебедей, гусей), а также домашних уток, содержащихся в утководческих хозяйствах. Для определения нуклеотидной последовательности ДНК герпесвируса они клонировали фрагмент ДНК Hind III штамма “Lake Andes”вируса в Bluescript и секвенировали фрагмент в 2,2 kb. Этот фрагмент содержит части двух генов, имеющих значительную гомологию с 3’ концом гена UL6 и 5' концом гена UL7 простого герпесвируса. Ген UL6 простого герпесвируса является консервативным для различных герпесвирусов. Авторами были сконструированы праймеры на основе последовательности гомолога гена UL6 вируса чумы уток. Для амплификации был выбран участок из 415 bp в препаратах ДНК, полученных из очищенного вируса, инфицированной культуры клеток куриных фибробластов и печени больных чумой уток. В качестве отрицательного контроля были использованы ДНК вируса болезни Марека и ДНК здоровых кур (26).

Campagnolo E.R. et al. (штат Иллинойс, США, 2000) для постановки диагноза на чуму использовали двукратные пассажи изолята герпесвируса на эмбрионах мускусных уток; пассирование вируса в ККУЭ и идентификацию выделенного вируса прямым методом ИФА (14).

Чуму необходимо дифференцировать от коронавирусной болезни, гриппа, астравирусной инфекции, вирусного гепатита утят, парвовирусной инфекции гусей и мускусных уток, а также пастереллеза.

Коронавирусную болезнь регистрируют в основном в крупных утководческих хозяйствах. В 70-90% случаев, ее отмечают у утят до 2-месячного возраста; чаще в острой и подострой формах с проявлением паралича или полупаралича ног. Возбудитель - коронавирус шаровидной, овоидной или вытянутой формы, доступно выявляемый ЭМ в пробах содержимого кишечника и экскрементах больных и павших уток. Размер вирионов от 70 до 300 нм. Для болезни характерны отсутствие множественных кровоизлияний на поверхности печени и наличие преобладающего бордового цвета паренхиматозных органов (селезенки, печени, почек) павшей птицы. Идентификацию возбудителя коронавирусной болезни проводят по результатам обнаружения преципитирующего антигена в пробах печени павших утят и обнаружения вирусных частиц в исследуемом материале методами ЭМ и РГА.

Грипп - болезнь, отличающаяся восприимчивостью многих домашних и диких видов птиц разных пород и возраста. Мигрирующая и переболевшая птица является резервуаром многих штаммов ортомиксовируса, патогенного не только для птиц, но и для млекопитающих. Из патологоанатомических изменений доминируют гиперемия слизистых оболочек верхних дыхательных путей, полнокровие и увеличение печени, ринит, аэросаккулит, трахеит и синусит. Редко отмечают катар кишечника. Возбудитель гриппа (более опасны с Н5 и Н7, 2008г.) гемагглютинирует эритроциты многих видов животных, в том числе птиц. К вирусу чувствительны хорьки, мыши и хомяки. Для идентификации применяют РЗГА, РДП, ИФА, РН, РЗГА (РТГА) и ПЦР.

Астравирусная инфекция - острой формы течения болезнь утят до шестинедельного возраста. Возбудитель устойчив к воздействию хлороформа и эфира. Локализуется в содержимом кишечника и экскрементах в концентрации до 10 млн. вирионов/см³, что позволяет обнаружить его методами ЭМ. Эпизоотические штаммы вируса репродуцируются в культурах клеток почек и печени КЭ. В экспериментальных условиях, при парентеральном введении, непатогенен для взрослых уток. Для идентификации применяют РН и биопробу на утятах, иммунных против чумы.

Вирусный гепатит утят. Болеет молодняк уток до шестинедельного возраста. Возбудитель - энтеровирус, устойчивый к хлороформу, эфиру и трипсину, а также нагреванию до 54±2⁰С в течение 60 минут. Эпизоотические штаммы культивируют в УЭ и КЭ, вызывают гибель и характерные изменения - зеленоватый цвет аллантоисной и амниотической жидкостей, серо-желтый цвет и рыхлую консистенцию печени с постоянным присутствием точечных очагов некроза гепатоцитов. У павших утят печень тоже чаще охряно-желтого или глинистого цвета с точечными кровоизлияниями, кишечник в состоянии катарального воспаления. Дифференциацию эпизоотического вируса гепатита от герпесвируса проводят в РН с использованием УЭ, выявлением антигенов в РДП, а также ПЗТ на двух группах утят.

Парвовирусная инфекция гусей и мускусных уток. Возбудитель - парвовирус, без оболочки, устойчив к инактивации хлороформом и эфиром, а также нагреванию при 56°С в течение 30 минут. Репродуцируется ГЭ и УЭ, некоторые штаммы обладают летальностью и для КЭ.

Болеет молодняк уток мускусной породы до 8-недельного и гусей 6-месячного возраста. Острую и подострую формы чаще регистрируют у утят и гусят до 3-недельного возраста с проявлением следующих основных клинических признаков: нарушение координации движения, диарея, прогрессирующее исхудание, полное или частичное выпадение пуха и пера.

В трупах утят, павших от острой формы парвовирусной инфекции, выявляют истощение, обесцвечивание печени, почек и сердца, большое количество асцитной жидкости. Перикардиальная и асцитная жидкости нередко окрашены в желтый цвет.

У гусят брюшина окрашена в желтый или желто-коричневый цвет. Абдоминальные органы покрыты фибрином.

Идентификацию парвовируса от возбудителя чумы проводят РН в УЭ или ККУЭ с использованием специфических и нормальных сывороток, а также ПЦР. Нередко используют биопробу на утятах или гусятах 15-20-суточного возраста, вакцинированных против чумы уток. Ретроспективная дифференциа­ция осуществляется постановкой РДП и РН.

Пастереллезом болеют около 30 видов птиц, в том числе околоводные и водоплавающие. Заболевание и гибель чаще отмечают у молодняка 20-60-суточного возраста, независимо от сезона года. В трупах павших от острой формы болезни обнаруживают геморрагический диатез, некротические фокусы в печени, жидкость в перикардиальной сорочке и катарально-геморрагический энтерит, чаще - дуоденит. Для постановки диагноза на пастереллез проводят микроскопию окрашенных мазков крови и отпечатков тканей внутренних органов павших утят с целью обнаружения коротких, овоидных бактерий, не образующих спор. Для выделения культуры пастерелл используют бульон Хоттингера, МПА и МПБ. Патогенность микроорганизмов проверяют заражением утят, гусят, цыплят, белых мышей и кроликов. Наличие характерных патологоанатомических изменений в органах павших животных и положительных результатов реизоляции Pasteurella multocida подтверждает диагноз на пастереллез. Использование сульфаниламидных препаратов и антибиотиков в сочетании с вакциной способствует ликвидации пастереллеза уток.

Иммунитет. Заболеваемость чумой тесно коррелирует с напряженностью пассивного иммунитета. Полученный от иммунных уток молодняк 1-5-суточного возраста не восприимчив в 75%, тогда как 9-15-суточные утята – в 9-18% случаев. Пассивный иммунитет подавляет образование поствакцинального иммунитета у утят до 5-7-суточного возраста. Поэтому молодняк, полученный от вакцинированного маточного поголовья, прививают в вoзpacте 10-14-суток.

Переболевшие чумой утки не восприимчивы к повторному заболеванию в течение 2-6 месяцев. При титрах вируснейтрализующих антител 1:16 и выше утки устойчивы к контрольному заражению и в более длительные сроки (9-12 месяцев).

Лечение. Не проводится.

Профилактика и меры борьбы. В странах Европы - Нидерландах, Бельгии, Франции, Германии, Венгрии и Италии, Америки - США и Канаде, а также Азии - Индии, Таиланде и Китае применяют вакцины против чумы уток, изготовленные на основе аттенуированных антигеннородственных штаммов вируса 93, 4, 5, 16, 17, 22 – 26). В СССР (1986г.) разработку вакцины впервые проводили сотрудники ВНИИВВиМ Курочка М.В., Яйчук В.Р., Мищанин В.А., Жестерев В.И. под руководством профессора Сергеева В.А. (8). Основные задачи, которые решали исследователи, были таковы: получение аттенуированного штамма герпесвируса, пригодного для изготовления живой вакцины; разработка технологии изготовления сухой живой вакцины, методов контроля и условий ее применения; изготовление экспериментально-производственных серий вакцины и испытание их в лабораторных и полевых условиях. Для этого был использован эпизоотический вирус штамма «А-79». Изучение биологических свойств показало, что вирулентный вирус штамма “А-79” обладал характерными признаками, присущими возбудителю чумы уток. Изолят обладал более выраженной патогенностью для утят до 1-месячного возраста, утята 3-25-суточного возраста были в 10 раз чувствительнее к заболеванию, чем птица старше 2-3 месяцев. Взрослые утки оказались еще более устойчивыми, что, в целом, отличало штамм “А-79” от других штаммов герпесвируса, изолированных в Америке и Азии. В печени, селезенке, почках трупов 5-10-суточных утят пекинской породы герпесвирус накапливался до 5,0-6,0 lg ЛД₅₀/см³. Исследования показали, что к эпизоотическому штамму "А-79" чувствительны утиные эмбрионы 10-12-суточной инкубации после заражения на ХАО с гибелью на 4-5 сутки. Первичная КККЭ оказалась менее чувствительна; ЦПД было выражено слабо и непостоянно. В связи с этим Курочка М.В. с сотрудниками адаптировали вирус сначала к УЭ, затем к КЭ и КККЭ. Авторы выявили, что после 5-го пассажа в УЭ вирус по-прежнему сохранял патогенность для уток, но приобрел способность размножаться в КЭ 8-11-суточной инкубации. По мере пассирования вируса в КЭ было отмечено возрастание летальности вируса для КЭ и постепенное снижение его патогенности для уток. Вирус, прошедший 20 пассажей в КЭ, размножался в монослое первичной КККЭ с четко выраженным ЦПД. Вирус пятого пассажа обладал слабо выраженной реактогенностью для 10-15-суточных утят. Он индуцировал защиту утят от 1000 ЛД₅₀ эпизоотического штамма "А-79" при контрольном заражении. Для получения генетически однородной популяции вируса его трехкратно клонировали методом предельных разведений в КККЭ. Таким образом, был полученаттенуированный вакцинный штамм герпесвируса, условно названный АКВ ВНИИВВиМ.

С целью изучения морфологических свойств АКВ были проведены ЭМ исследования методами негативного контрастирования ультратонких срезов КККЭ. Было показано, что вирионы имели сферическую, реже овальную форму с размером 150-270 нм. В зрелых вирионах сердцевина с центрально расположенным нуклекапсидом имела размер 20-25 нм, икосаэдрический внутренний капсид - 50-6О нм, наружный капсид - 90-100 нм, а суперкапсидная оболочка с шипами - до 270 нм. Вультратонких срезах клеток вирионы выявляли в ядрах и цитоплазме клеток. В ядрах находили 1-2 виропласта, содержащих до нескольких десятков незрелых, формирующихся частиц. Созревшие вирионы находили в цитоплазматических вакуолях на 48-72 час после заражения культуры клеток.

Штамм АКВ размножался в первичных культурах клеток КЭ и перепелиных эмбрионов и накапливался до 6,0-7,0 lg ТЦД_50, тогда как в ККУЭ - до 3.0 lg ТЦД₅₀ без проявления ЦПД.

Вирус штамма АКВ с активностью 4,0 lg ТЦД₅₀, введенный внутримышечно 10-15-суточным утятам, сохраняется в печени и селезенке в течение четырех, а в крови – восьми суток, что свидетельствует о непродолжительном пребывании вируса в организме птицы (5).

Было показано, что вирус не обладает реверсибельностью и не пассируется на утятах в течение 8 пассажей. Иммунный ответ у утят отмечали только на первом пассаже. Штамм АКВ не передается горизонтально; непривитые утята, при совместном содержании с вакцинированными, не приобретали дополнительную устойчивость к заражению вирусом штамма "А-79".

Полученный штамм АКВ, прошедший не менее 40 пассажей в КККЭ, сохранял инфекционность для культур клеток, а также антигенные свойства. Отношение между инфекционной и иммуногенной активностью находилось в пределах 1:1 -10:1 (5,68 – 6,50 lg ТЦД₅₀/см³: 5,28 lg ИмД₅₀/см³).

В процессе разработки технологии изготовления вакцины были подобраны оптимальные условия накопления вируса. Установлено, что рН среды в пределах 7,3-7,6 является оптимальным условием для репродукции вируса. При заражающих дозах 2,0-6,0 lg ТЦД₅₀/см³ (0,5 – 1,0 ТЦД₅₀/кл) накопление вируса в монослойной КККЭ в присутствии 2-3% сыворотки КРС составляло 6,8-7,0 lg ТЦД₅₀/см³.

Выращивание вируса в суспензионной КККЭ и ККУЭ проводили при следующих условиях: концентрация клеток - 2 млн/см³, поддерживающая среда - 0,25% ФГМС рН 7,3-7,6, заражающая доза - 10⁴-10⁵ ТЦД₅₀/см³ (0,005 – 0,05 ТЦД₅₀/кл). Накопление вируса достигало 7,5 lg ТЦД₅₀/см³.

Учитывая низкую сохраняемость нативного материала при плюс 4-10⁰С, авторы разработали технологию приготовления сухого препарата вакцины с использованием лактозо-пептонной среды и добавлением 20%-го раствора желатина при его конечной концентраций 0,5-1,0%. В процессе хранения лиофилизированного препарата при плюс 4-6°С инфекционная активность снижалась в следующей динамике: через 12 месяцев - на 0,2-1,0, через 24 - 0,9-2,2 и 36 месяцев на 1,7-2,2 lg ТЦД₅₀/см³. Экспериментально был подобран разбавитель вакцины - 0,1% пептон на ЗФР рН 7,2-7,4, способствующий сохранению вируса при температуре плюс 18-24°С в течение 3 – 7 суток. Все экспериментально-производственные серии были стерильными, обладали активностью 5,5-6,6 lg ТЦД₅₀/см³ и иммуногенностью 4,7-5,7 lg ИмД₅₀/см³.

Вакцина из штамма АКВ так же, как и вакцина "Нобилис" из штамма Утрехт (Голландия), создавала прочный иммунитет при однократном введении, тогда как вакцина "Ваксидук" из штамма Янсен (Франция) вызывала защиту всех привитых утят только после двукратного введения.

Однократное внутримышечное введение штамма АКВ не менее 250 ИмД₅₀/0,5см³ через 3-5 дней создавало напряженный иммунитет у 80-100% утят в течение 1-2 месяцев и у 60% утят - 4-5 месяцев. Дополнительная однократная вакцинация птицы способствовала образованию 80-100% защиты.

Влияние пассивного иммунитета на поствакцинальный иммунитет определяли введением биопрепарата утятам разного возраста, полученным от вакцинированных уток. Установлено, что напряженность пассивного иммунитета снижается с возрастом утят; у 1-5-суточных - защита 75%, у 9-12 –18% и у 15-суточных - 9%. Наличие пассивного иммунитета подавляет образование активного иммунитета (у 1-5-суточных утят нет защиты, у 9-12 - 50%, у 15 - 87%, у З0-суточных - 100%). Полученные от неиммунных уток утята, вакцинированные в 1-30-суточном возрасте, обладали 90 - 100% устойчивостью к вирусу чумы уток (Астрахань - 79).

На основании полученных результатов были разработаны рекомендации для практического применения сухой вакцины на основе штамма АКВ против чумы уток. При первичном применении прививают все поголовье, начиная с утят односуточного возраста. Ревакцинацию проводят через 2 месяца. В хозяйствах, находящихся в угрожаемой зоне, уток ревакцинируют до снятия карантина в неблагополучном пункте. Утят, полученных от вакцинированного маточного поголовья, прививают с 10-14-суточного возраста.

Вакцина, разработанная для профилактики болезни  домашних уток, по-прежнему не испытана для вакцинации диких водоплавающих.

Аnchun C (1996) для приготовления бивалентной вакцины использовал аттенуированные штаммы С-КСЕ вируса чумы уток и штамм GL79 энтеровируса гепатита утят. В опыте на безвредность применяли внутримышечное введение 100 доз вакцины утятам от 1- до 200-суточного возраста, не обладающим антителами. Титр вируснейтрализующих антител к энтеровирусу на 3 сутки после инокуляции составлял log₂ 7,8. Специфические антитела против герпесвируса на третьи сутки защищали до 40%, а на седьмые – 100% утят. Автор разработал ИФА по выявлению поствакцинальных антител; уровень антител после применения бивалентной вакцины был идентичен тому, что наблюдали при раздельном использовании вакцин (16).

Разработанные в России мероприятия по профилактике и ликвидации болезни направлены на соблюдение норм и требований при комплектовании поголовья уток птицей из заведомо благополучных по чуме хозяйств, на предотвращение или ограничение контакта представителей дикой фауны, восприимчивых к болезни, с производственным поголовьем уток. При появлении заболевания проводят изоляцию больной птицы и устанавливают наблюдение за подозреваемой в заражении. После подтверждения диагноза хозяйство (ферму) объявляют неблагополучным пунктом по чуме и устанавливают карантин. При этих условиях запрещается ввоз в хозяйство и вывоз из него восприимчивой к чуме птицы, вывоз кормов, перегруппировка птицепоголовья и посещение пункта лицами, не связанными с обслуживанием уток.

В угрожаемой по чуме уток зоне, в которую включают хозяйства, экономически связанные с неблагополучным пунтом, все поголовье уток вакцинируют вирусвакциной.

Мероприятия по ликвидации чумы основываются на следующем: вся больная и подозреваемая в заболевании птица подлежит убою. Продукты убоя и яйцо подлежат провариванию в карантинируемой зоне. Пух и перо дезинфицируют 1,5% раствором формальдегида или 1,5% раствором параформа на 0,5% растворе гидроокиси натрия с экспозицией 1,5 часа. Клинически здоровую птицу иммунизируют против чумы уток вирусвакциной.

Для полной изоляции эпизоотического очага болезни и уничтожения вируса во внешней среде проводят механическую очистку и дезинфекцию помещений, инвентаря, оборудования и транспортных средств.

Помёт и подстилку складывают на специально отведенном месте для биотермического обеззараживания.

Для дезинфекции помещения применяют 1%-е растворы формальдегида или параформа с добавкой 0.5%-го раствора гидроокиси натрия или осветленный раствор хлорной извести, содержащий 5% активного хлора.

Дезинфекцию помещения проводят двукратно с интервалом в 10 дней из расчета 1 литр дезинфицирующего средства на 1 м² поверхности. В местах выгула птицы дезинфекцию почвы проводят путем равномерного нанесения хлорной извести, содержащей не менее 25% активного хлора из расчета 2 кг хлорной извести на 1 м² поверхности с последующим увлажнением водой из расчета 10 литров на 1 м². После 14-часовой экспозиции помет и слой почвы толщиной до 15 см снимают и помещают в траншею.

Спецодежду и обувь дезинфицируют в пароформалиновой камере при температуре плюс 60⁰С в течение 60 минут при концентрации 40-50 мл формалина на 1м³ или замачивают в дезинфицирующих растворах 1% формальдегида или параформа.

Карантин с хозяйства снимают через 2 месяца после ликвидации болезни и проведения соответствующих ветеринарно-санитарных мероприятий (2, 5).

 

Список литературы

1. Аверин, C.A. Патологическая морфология и вопросы патогенеза чумы уток: дис. … канд. вет. наук / Аверин С.А. – Покров, 1987.
2. Бакулов, И.А. Мировая эпизоотическая ситуация по болезням диких животных / И.А. Бакулов, В.М. Котляров // Вет. газета. – 2003. - № 22. – С. 7.
3. Карантинные и малоизвестные болезни животных / Н.И. Архипов, И.А. Бакулов, В.А. Балабанов [и др]. – М.: Колос, 1983. – 351 с.
4. Князев, В.П. Разработка и совершенствование лабораторной диагностики чумы уток: автореф. дис. … канд. вет. наук / Князев В.П.. – Покров, 1989. - 22 с.
5. Курочка, М.В. Разработка средств специфической профилактики чумы уток: автореф. дис. … канд. вет. наук / Курочка М.В. - Покров, 1985. - 25 с.
6. Лабораторная диагностика чумы уток / И.Ф. Вишняков, Е.М. Карасева, Г.П. Федоров, В.П. Князев // Ветеринария. - 1985. - № 7. - С.71-73.
7. Патологоанатомическая диагностика вирусных болезней животных: справочник / Н.И. Архипов, С.Ф. Чевелев, Г.И. Брагин [и др.]. – М., 1984.

8. Полевое руководство по болезням диких животных. Общие полевые методики и болезни птиц: информ.–технол. отчёт № 1999-2001 / Департамент природных ресурсов США; Геологическая служба США. – 1999. – 123 с.

1. Получение специфических сывороток против вируса чумы уток: а. с. 224228  СССР.
2. Разработка и совершенствование лабораторной диагностики инфекционного энцефаломиелита птиц и чумы уток: отчет о НИР / ВНИИВВиМ; И.Ф. Вишняков, В.А. Балабанов, Е.М. Карасева [и др.]. - Покров, 1986. – 61 с. - Инв. № 71.
3. Разработка РПГА для обнаружения вирусного антигена при чуме уток: отчёт о НИР / ВНИИВВиМ; Г.П. Федоров, Е.М. Карасева, И.Ф. Вишняков, В.П. Князев. - Покров, 1983. - С. 287-289. - Инв. № 845.
4. Разработка схемы диагностики чумы уток: а. с. 207636 СССР.
5. Федоров, Г.П. Способ получения неинфекционного специфического антигена для реакции диффузионной преципитации при чуме уток: отчёт о НИР / ВНИИВВиМ; Г.П. Федоров, И.Ф. Вишняков, В.П. Князев. - Покров, 1983. - С. 289-290. - Инв. № 845
6. An outbreak of duck viral enteritis (duck plague) in domestic muscovy ducks (Cairina moschata domesticus) in Illinois / E.R. Campagnolo, M. Banerjee, B. Panigrahy, R. Jones // Avian Dis. – 2001. – Vol. 45, N 2. – P. 522-528.
7. An outbreak of duck virus enteritis among ducks and geese in Denmark / M. Prip, B. Julling, J. Flensburg, B. Bloch // NOVTAV. – 1983. – Vol. 35, N 11. – P. 385-397.
8. Anchun, C. Study on bivalent attenuated vaccines against DP and DVH (duck virus hepatitis) / C. Anchun, W. Mingshu - // Chinese J. Anim. Vet. Sci. – 1996. – Vol. 27, N 5. – P. 27.
9. Animal Health in China. 2001 // Off. Vet. Bull. China. – 2003. – Vol. 5, N 5. – P. 15-28.
10. Chang, C.F. An outbreak of viral enteritis in goslings in Taiwan / C.F. Chang // J. Vet. Med. Anim. Husbandry. – 1983. – Vol. 42. – P. 34-46.
11. Electron microscopic studies of the morphogenesis of duck enteritis virus / Gui-Ping Yuan, An-Chun Cheng, Ming-Shu Wang [et al.] // Avian Dis. – 2005. – Vol. 49. – P. 50-55.
12. Gough, R.E. Characterization of herpesvirus isolated from domestic geese in Australia / R.E. Gough, W.R. Nansen // Avian Pathol. – 2000. – Vol. 29, N 5. – P. 417-422.
13. Isolation and adaptation of duck' plague virus strain / К. John, D.K. Sarma, B.R. Boro, N.N. Barman // Indian J. Anim. Sci. - 1990.– Vol. 60, N 5. – P. 503-506.
14. Kaleta, E.F. Herpesviruses of birds: a review / E.F. Kaleta // Avian Pathol. - l990. - Vol. l9, N 2. – P. 193-211.
15. Keymer, I.F. Duck virus enteritis (anatid herpesvirus infection) in mute swans (Gygnus olor) / I.F. Keymer, R.E. Gough // Avian Pathol. - 1986. – Vol. 15. – P. 161-170.
16. Leibovitz, L. Duck plaque (duck virus enteritis) / L. Leibovitz // Diseases of Poultry. – Ames, Jowa, USA, 1984. - P.543-552.
17. Richter, J.H.M. Duck plaque / J.H.M. Richter, M.C. Horzinek // Virus Infections of Birds. – Amsterdam etc., 1993. - Vol. 4. – P. 77-91.
18. Schat, K.A. Development of polymerase chain reaction assay for the detection of duck enteritis virus / K.A. Schat, J. Friedman // XI^th Int. Congr. World Vet. Poultry Assoc.: Abstr. – Budapest, 1997. – P. 58.
19. Wolf, K. Duck viral enteritis: Microtiter plate isolation and neutralization test using the duck embryo fibroblast cell line / K. Wolf, C. N. Burke, M. C. Quimby // Avian Dis. – 1974. - Vol. 18, N 3. - P. 427.

 

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Вмонографии отражена информация об инфекционной патологии разных видов домашних и диких птиц, численность которых на Земле составляет в настоящее время несколько десятков миллионов особей. Уделено большое внимание представителям дикой фауны, маршрутам их миграции, роли в создании и поддержании природных очагов, а также распространению ими патогенов. Многие из указанных видов птиц постоянно участвовуют в энзоотиях и эпизоотиях гриппа, чумы, лихорадки Западного Нила, многих микозных, бактериальных и инвазионных болезней.

За последние 30 лет заметно увеличилось количество публикаций о патогенности микроорганизмов и степени их распространения в странах мира. В связи с этим автором предложена новая номенклатура болезней, отличающаяся от опубликованной в 1993 г. исследователем D. Higgins. Следует отметить, что в обоих вариантах доминирует группа болезней, наиболее опасных и часто встречающихся в мире. Среди них в монографии представлены с последними дополнениями вирусный гепатит утят, чума, колибактериоз, сальмонеллёз, парвовирусные инфекции, грипп (1998 – 2008 гг.), коронавирусная болезнь (1987 – 1994 гг.), риемереллёз и другие. В странах юго - восточной Азии немалый ущерб приносят бактериальные и паразитарные (в том числе малярия) болезни. Во многих случаях отмечают ассоциированные инфекции и болезни, где участвуют не только птицы и млекопитающие, но и человек и беспозвоночные. Большинство инфекций и болезней птиц полностью не узучено, особенно те, которые зарегистрированы на африканском и американском континентах. Часто в справочниках предлагают только перечень болезней птиц различных видов, не уточняя векторы распространения патогенов, патогномоничные признаки, летальность, меры контроля и т.д., то есть то, что характеризует большинство болезней, в том числе антропозоонозы (зоонозы).

Не снижается научный интерес к изучению иммунитета водоплавающих птиц. К сожалению, все исследования проводятся с прагматической целью – изучение антигенных и иммуногенных свойств инфекционных или токсигенных факторов при разработке биопрепаратов, их испытаниях в полевых и производственных условиях. Часто во время тестов выявляют общий пул гуморальных структур (специфических антител) с определением неспецифической базовой прозоны в серологии (до lоg₂ 3,0), при этом редко обращают внимание на состав иммуноглобулинов и других функциональных гликопротеидов (интерферона, лизина, лизоцима, комплемента, опсонинов, лимфокинов), их компоновку в реальном времени течения болезни с использованием результатов биометрических тестов. Обнаружение САТ в организме животного против какого-либо патогена должно быть подтверждено тестом на иммуногенность. Только после этого можно говорить о напряжённости иммунитета при конкретной болезни (серотипе) путём выявления «пограничного» титра антител (или других маркеров) в известной тест-системе, желательно, РН. 

Надо полагать, что начальные исследования будут продолжены и принесут немало интересных результатов в изучении иммунитета водоплавающих и околоводных птиц. Функция иммунной системы водоплавающих, тем более околоводных птиц, изучена недостаточно. Известно, что без знаний об иммуногенезе, как составной части патогенеза, будет затруднительно в будущем конструировать макро-, микро- и, тем более, наноструктуры, предназначенные для лечения, профилактики и методов диагностики. Не исключено, что в ближайшем будущем в разработке биопрепаратов для птиц будут широко использованы наноматериалы (или отдельные элементы), эффективность применения некоторых из них уже неоднократно доказана. Применение достижений нанотехнологии позволит более тщательно изучить патогенез болезней, механизмы смены антигенности и патогенности, условия межвидовой трансмиссии агентов, начала и окончания эпизоотий, т. е. все то, что в течение многих десятилетий остаётся (в большинстве случаев) нераскрытой тайной.

 

Дополнение